
Abbildung 19. Grafischer Vergleich von Schlammproduktion, Schlammreduktion und Schlammabfuhr
bei einer angenommenen TSS-Reduktion von 90 %, einer HRT von 10 Tagen und einer SRT von 80 Tagen (y-Achse). Die Tage sind
auf der x-Achse dargestellt.
5.2. Abschätzung des Nitratflusses
Wie in Abbildung 6 schematisch dargestellt, wird die Flussrate vom RAS zu den Pflanzen durch die Evapotranspirationsrate der Pflanzen bestimmt, die mithilfe der FAO-Penman-Monteith-Gleichung berechnet wird. Im Gegensatz zu anderen Makronährstoffen ist das Remineralisierungspotenzial für Stickstoff gering, da er aufgrund anaerober Prozesse im System fast vollständig zu atmosphärischem Stickstoff denitrifiziert wird. Die Diagramme in den Abbildungen 12–14 zeigen den hydrologischen Fluss unter natürlichen Lichtbedingungen sowie die zugehörige Nitratbilanz des RAS und die N-NO₃-Konzentration im RAS in Abhängigkeit von der Größe der Anbaufläche in unbeleuchteten Gewächshäusern in Mitteleuropa. Für robuste Fische bei einer Besatzdichte von ca. 50 kg/m³ reichen 100 m² Anbaufläche aus, um in einem DAPS eine akzeptable Wasserqualität für die Fische zu gewährleisten.
Anders verhält es sich bei empfindlicheren Fischarten, für die diese Besatzdichten suboptimal sind, wie beispielsweise Störe, oder wenn Biolabel angestrebt werden, die üblicherweise niedrigere Besatzdichten (10–25 kg/m³) erfordern.Der Einsatz von künstlichem Licht in industriellen DAPS-Produktionsanlagen führt jedoch zu einem anderen Ergebnis (Abbildung 13). In diesem Fall ist eine deutlich kleinere Kultivierungsfläche erforderlich, um eine ausreichende Evapotranspirationsrate zu erzielen und so niedrige und stabile N-NO₃-Werte im RAS-System sowohl für robuste als auch für empfindliche Fischarten aufrechtzuerhalten.
5.3. Dimensionierung von Hydrokultursystemen basierend auf der Phosphorverfügbarkeit
Abbildung 16 zeigt die Phosphordynamik (P) in der Hydrokultur-Komponente mit einer Anbaufläche von 600 m², wenn das Modell 1000 Tage lang unter natürlichen Lichtbedingungen läuft (Salatanbau, da dieser geringe Lichtintensitäten benötigt und somit eine verlängerte Produktionsperiode ermöglicht). Dieser Optimierungsschritt ermittelt eine ausreichende Anbaufläche basierend auf dem Phosphorzufluss aus dem Kreislaufsystem (RAS) und dem künstlichen Rezirkulationssystem (ANRC) in die Hydrokultur-Komponente. Die Nährstoffremineralisierung führt dazu, dass eine deutlich größere Pflanzenmenge
mit Phosphor versorgt werden kann; in diesem Fall 600 m². Bei Sättigung der Fischbiomasse (Abbildung 17) wird erwartet, dass die Phosphorverfügbarkeit das Defizit ausgleicht. Folglich müsste zu Beginn des Systems bis zum 150. Tag Phosphor zugeführt werden. Alternativ könnte man eine Anbaufläche proportional zur Anzahl der verwendeten Fischbecken bepflanzen und diese entsprechend anpassen.
5.4. Dimensionierung des UASB
Abbildung 18 zeigt die maximale Schlammbelastung des UASB in Litern, während Abbildung 19 den Schlammfluss innerhalb des UASB darstellt. Um einen Aufwärtsstrom von 0,5 m³/h zu erreichen, ist eine Umwälzpumpe mit ausreichender Kapazität erforderlich. Die Dimensionierung eines UASB sollte sorgfältig erfolgen, da die Schlammkonzentration einen großen Einfluss auf das benötigte Volumen hat. Für diese Analyse wurde ein TSS-Anteil von 3 % angenommen.
Unbehandelter (d. h. nicht vorkonzentrierter) Schlamm weist höchstwahrscheinlich einen geringeren TSS-Anteil auf und erfordert daher ein größeres UASB-Reaktorvolumen.
6. Diskussion.
Hauptziel dieser Studie war die Entwicklung eines integrierten Designansatzes für DAPS und die Identifizierung möglicher Schwächen anhand eines hier entwickelten Systemdynamikmodells. Die Ergebnisse dieser theoretischen Studie zeigen, dass die Evapotranspirationsrate einen großen Einfluss
auf die Wasserqualität im RAS von DAPS hat. Dies liegt daran, dass der Wasserverbrauch in der Hydrokulturkomponente der Hauptfaktor für den Wasseraustausch im RAS (und damit für die Nachfüllung mit sauberem Wasser) ist, der die Wasserqualität reguliert (Abbildungen 14–16). Aufgrund dieser Abhängigkeit
erscheint die Bestimmung der Evapotranspirationsrate einer bestimmten Pflanzenart ein entscheidender Schritt bei der Planung eines DAPS zu sein. Ein Vergleich
zwischen natürlichem Licht (Abbildung 12) und künstlicher Gewächshausbeleuchtung (Abbildung 13) untermauert diese Ergebnisse und zeigt zudem ein deutlich größeres Potenzial für die Zucht empfindlicher Fischarten.
Inwieweit sich künstliche Beleuchtung lohnt, muss in einer pflanzen- und fischbezogenen Wirtschaftlichkeitsanalyse untersucht werden.
Eine weitere Möglichkeit – insbesondere für RAS-Systeme – zur Regulierung des Nitratgehalts im RAS ist der Einsatz eines Denitrifikationsbeckens. Dies steht im Widerspruch zum allgemeinen Ziel der Aquaponik, alle verfügbaren Nährstoffe zu nutzen, und wirft – abhängig von der verwendeten Kohlenstoffquelle
(z. B. Formalin, Methanol) – Bedenken hinsichtlich der Verbrauchersicherheit auf. DAPS, die einem gleichmäßigen Ein zielorientierterer Ansatz durch die Wiederverwertung des anfallenden Klärschlamms sollte jedoch keine unnötigen Ressourcen verschwenden. Insofern könnte ein Hybridsystem, wie in Abbildung 20 dargestellt, eine praktikable Alternative zur Regulierung des Nitratgehalts im Kreislaufsystem darstellen. Zur Dimensionierung des stickstoffregulierenden Hybridteils gibt Licamele [9] den Parameter 2,5 kg Fischfutter für die Produktion von 16 Salatpflanzen an.

Abbildung 20. Das hybride, entkoppelte System kombiniert den Ein-Kreislauf- und den entkoppelten Ansatz.
Während das Ein-Kreislauf-Aquaponiksystem den Nitratgehalt des RAS-Systems reguliert, nutzt der entkoppelte Hydroponikteil die recycelten Nährstoffe aus dem ANRC. Insbesondere für Systeme mit Fokus auf Fischproduktion liegt der Vorteil darin, dass keine Denitrifikation und somit kein Nitratverlust erforderlich ist.
Die Dimensionierung der Hydrokulturfläche eines DAPS erfordert einen anderen Ansatz als in einem ausgewogenen Ein-Kreislauf-System. Während üblicherweise die Nährstoffmenge als Dimensionierungsfaktor herangezogen wird, ist es bei DAPS möglicherweise sinnvoller, die Hydrokulturkomponente anhand des Evapotranspirationspotenzials und der Verfügbarkeit anderer Makronährstoffe zu dimensionieren. Dafür gibt es zwei Hauptgründe: (1) Die Remineralisierungskapazität von Stickstoff ist gering, während sie für andere Makronährstoffe voraussichtlich hoch ist; (2) Da die Nährstoffsupplementierung in DAPS ohnehin auf hochkonzentrierte Nährlösungen abzielt, ist die Zugabe von Stickstoff aufgrund seiner großen Verfügbarkeit und des niedrigen Preises
vorteilhafter . Phosphor hingegen ist eine abnehmende und begrenzte Ressource [83] und sollte daher weitgehend recycelt und nicht von außen zugeführt werden. Die Ergebnisse zeigten, dass ausreichend Phosphor für den Anbau von Salat auf mindestens 600 m² mit einer Pflanzdichte von 16 Salatpflanzen pro m² vorhanden war. Ausgehend von diesem Referenzparameter zeigen die Diagramme der Variationsexperimente (Abbildungen 12 und 13) eine gute Wasserqualität für dieses Anbaugebiet. Bezüglich des Hybridansatzes können zur Dimensionierung der entkoppelten Hydrokulturkomponente ausschließlich die Abwässer des ANRC verwendet werden. Im DAPS ist die Nährstoff- und Wassernutzungseffizienz bemerkenswert, da eine landwirtschaftliche Bewässerungseffizienz von 10 % mehr Wasser freisetzt, als von allen anderen Nutzern verdunstet wird [84]. Die Ergebnisse zeigen, dass dieser Ansatz auch hinsichtlich des Phosphor-Recyclings fortschrittlich ist, da Phosphor für landwirtschaftliche Zwecke eine begrenzte fossile Ressource darstellt [4] (d. h. dies bezieht sich sowohl auf die bodenbasierte Landwirtschaft als auch auf die Düngung in Hydrokultursystemen) und Phosphor-Recycling entscheidend ist, um den Welthunger zu bekämpfen [19, 85]. Die Schlammremineralisierung muss jedoch mit Vorsicht angewendet werden. Zekki et al. [86] berichteten, dass das Recycling von Nährlösung zu sinkenden Ernteerträgen in NFT-Systemen führen kann. Es wird vermutet, dass dies höchstwahrscheinlich auf eine Anreicherung von Sulfationen in der Nährlösung zurückzuführen ist. Da diese jedoch in der DAPS-Hydroponikkomponente verdünnt werden , dürfte die Konzentration hoch genug sein, um negative Auswirkungen auf das Pflanzenwachstum zu vermeiden.
Für kommerzielle Aquaponiksysteme bieten DAPS (Distributed Ad-hoc-Systems) langfristig möglicherweise die beste Lösung, da
der semi-autonome Betrieb der Teilsysteme die separate Zufuhr von Nährstoffen ermöglicht, die nur von den Pflanzen benötigt werden – in geringeren Mengen und ohne Beeinträchtigung der Wasserqualität im Kreislaufsystem. Darüber hinaus können gekoppelte wie entkoppelte Ansätze im Vergleich zur intensiven Aquakultur die Wasserqualität in den Fischzuchtbecken verbessern, da die Nitratanreicherung reduziert wird.
Wie aus Berichten über kommerzielle Aquaponik-Produktionssysteme hervorgeht, können subletale Effekte auf Wachstum, Futterverwertung, Gesundheit und Fortpflanzung die Ernteerträge und die Rentabilität erheblich beeinträchtigen, wenn die Nitratkonzentration im Wasser artspezifische Schwellenwerte überschreitet [22, 23, 87]. Es ist jedoch anzumerken, dass diese Studie theoretischen Charakter hat und noch verifiziert werden muss.
Obwohl die Auswirkungen verschiedener Parameter auf Kreislaufsysteme (RAS) bereits gut erforscht sind, ist der Effekt der (langfristigen) Nährstoffanreicherung auf das Pflanzenwachstum (und die Nährstoffaufnahme) noch nicht vollständig geklärt. Gleiches gilt für den Einfluss unterschiedlicher hydraulischer Verweilzeiten (HRT) auf die Nährstoffremineralisierung . Um die optimalen Einstellungen für die Tiefenreinigungs- und -verteilungssysteme (DAPS) zu bestimmen, sind weitere Informationen unter verschiedenen Umweltbedingungen erforderlich . Darüber hinaus müssen zukünftig Skalierungseffekte berücksichtigt werden, um die Robustheit des Modells zu erhöhen. Auch die wirtschaftliche Machbarkeit des Einsatzes von DAPS ist noch nicht abschließend geklärt. Wir gehen jedoch davon aus, dass die zukünftigen Beschränkungen von Nährstoffemissionen und die damit verbundenen Kosten der Abwasserentsorgung maßgeblich die Entwicklung der Aquaponik vorantreiben werden. Um dies herauszufinden, sind weitere Untersuchungen unter Einbeziehung der wirtschaftlichen Seite erforderlich.
7. Schlussfolgerungen
Die AnyLogic-Software und die Systemdynamikanalyse erwiesen sich als wertvolles Werkzeug zum Verständnis der Dynamik und der Designgrenzen von DAPS. In den letzten Jahrzehnten basierte die wissenschaftliche Aquaponik-Literatur hauptsächlich auf Ein-Kreislauf-Aquaponiksystemen. Dieser Ansatz resultiert jedoch aus einem Kompromiss zwischen RAS und Hydroponik, anstatt die optimalen Bedingungen für die jeweiligen Teilsysteme zu erfüllen.
Obwohl keine empirischen Daten zur Produktivität der hydroponischen Komponente des Systems vorliegen, schließen wir, dass das System hinsichtlich Nährstoff- und Wasserrecycling zur Schließung des Kreislaufs beiträgt. Die Ergebnisse zeigten, dass die Dimensionierung des Systems von der Evapotranspirationsrate abhängt. Je höher die Evapotranspirationsrate, desto kleiner die benötigte hydroponische Anbaufläche. Die AnyLogic-Ergebnisse zeigten, dass dies insbesondere bei empfindlichen Fischarten relevant ist. Langfristig ist dies von großer Bedeutung, da die Düngemittelkosten mit dem Bevölkerungswachstum steigen und gleichzeitig die Nachfrage nach emissionsfreien Systemen zur Minimierung der Umweltbelastung zunimmt. Bezüglich des ANRC ist weitere Forschung hinsichtlich seiner Remineralisierungsleistung in Abhängigkeit von unterschiedlichen HRT- und SRT-Werten erforderlich. Dies sowie die spezifische Nährstoffaufnahme von Pflanzen in einem DAPS-Hydroponiksystem sind notwendig, um das aktuelle DAPS-Modell zu untermauern. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass technische Forschung in diesem Bereich zwar wichtig ist, jedoch zusätzliche, standortspezifische Folgestudien erforderlich sind, die sich mit der wirtschaftlich rentablen Größe von DAPS sowie dem Vergleich mit vergleichbaren Hydroponiksystemen befassen.
Danksagung : Diese Arbeit wurde teilweise von der Aquaponik Manufaktur GmbH und der COST-Aktion
FA1305: The EU Aquaponics Hub – Realisierung einer nachhaltigen, integrierten Fisch- und Gemüseproduktion für die EU gefördert.
Besonderer Dank gilt Stefan Bengtsson für sein konstruktives Feedback.
Autorenbeiträge: Simon Goddek ist Hauptautor dieses Manuskripts. Er wurde von den anderen
Koautoren inhaltlich und formal unterstützt.
Interessenkonflikte: Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.
Anhang A:
Das Softwarediagramm ist aus Gründen der Übersichtlichkeit in mehrere Teile unterteilt (siehe Abbildungen A1–A4).
Das vollständige Softwarediagramm ist über den Hauptautor und/oder das Zusatzmaterial zugänglich.

Abbildung A2 . Softwarediagramm der Stickstoff- und Phosphorbilanz im gesamten RAS-System.Der Zufluss ist mit Abbildung 13 verknüpft, der Abfluss mit Abbildung A3 (ANRC) und A4 (Hydroponik).

(a) Softwarediagramm zur Schlammbilanz und zur Remineralisierungsrate von P im ANRC. (a) Anaerobe Remineralisierungsleistung; (b) P-Fluss des ANRC.
ANRC. (Wasser) Anaerobe Remineralisierungsleistung; (2016, 8, 303 b) P-Fluss des ANRC.

Die Wasserbilanz wird unter den gegebenen Bedingungen durch die Evapotranspirationsrate beeinflusst, die Nährstoff- und Phosphorbilanz hängt von der Nährstoffaufnahme des Salats und dem Zufluss aus dem Kreislaufsystem (RAS) und dem Bewässerungssystem (ANRC) ab. Ein negativer Nährstoffbestand bedeutet, dass zusätzliche Nährstoffe zugeführt werden müssen.
Anhang B
Die CLDs bieten einen guten Überblick über die kausalen Zusammenhänge der drei autonomen Systemkomponenten: RAS, Hydroponik und ANRC. Sie dienten als Grundlage für die AnyLogic-Softwarediagramme.


mehr Spross- und weniger Wurzelbiomasse erzeugen. Zusammen mit den in den Abbildungen 5, 8 und 9 dargestellten Flussdiagrammen und der FAO-Penman-Monteith-Gleichung führt dies zu einem vereinfachten AnyLogic-Modell für die Hydrokultur, wie in Abbildung A4 dargestellt.

Abbildung B3 . Kausaldiagramm des UASB. Die Remineralisierungsmechanismen des UASB zeigen den
Einfluss von SRT und HRT auf die Remineralisierungsrate und die Bestimmung der Reaktorgröße.
Das AnyLogic-Modell ist in Abbildung A3 dargestellt.
pp. 344–386.
2. Graber, A.; Junge, R. Aquaponic systems: Nutrient recycling from fish wastewater by vegetable production.
Desalination 2009, 246, 147–156. [CrossRef]
3. Vermeulen, T.; Kamstra, A. The need for systems design for robust aquaponic systems in the urban
environment. Int. Symp. Soil. Cultiv. 2013, 1004, 71–78. [CrossRef]
4. Goddek, S.; Delaide, B.; Mankasingh, U.; Ragnarsdottir, K.; Jijakli, H.; Thorarinsdottir, R. Challenges of
Sustainable and commercial aquaponics. Sustainability 2015, 7, 4199–4224. [CrossRef]
5. Kloas, W.; Groß, R.; Baganz, D.; Graupner, J.; Monsees, H.; Schmidt, U.; Staaks, G.; Suhl, J.; Tschirner, M.;
Wittstock, B.; et al. A new concept for aquaponic systems to improve sustainability, increase productivity,
and reduce environmental impacts. Aquac. Environ. Interact. 2015, 7, 179–192. [CrossRef]
6. Jijakli, M.H.; Delaide, B.; Gott, J. Plant Production Capacity and Nutrient Mass Balance in the PAFF Box, an
Urban Aquaponics Module: Preliminary Findings; Geography and Environment University of Southampton:
Southampton, UK, 2016.
7. Goddek, S. Three-loop Aquaponics Systems: Chances and challenges. In Proceedings of the International
Conference on Aquaponics Research Matters, Ljubljana, Slovenia, 22 March 2016.
8. Seawright, D.E.; Stickney, R.R.; Walker, R.B. Nutrient dynamics in integrated aquaculture-hydroponics
systems. Aquaculture 1998, 160, 215–237. [CrossRef]
9. Licamele, J.D. Biomass Production and Nutrient Dynamics in an Aquaponics System. Ph.D. Thesis,
University of Arizona, Tucson, AZ, USA, 2009.
10. Neto, R.M.; Ostrensky, A. Nutrient load estimation in the waste of Nile tilapia Oreochromis niloticus (L.)
reared in cages in tropical climate conditions. Aquac. Res. 2013, 46, 1309–1322. [CrossRef]
11. Adler, P.R.; Summerfelt, S.T.; Glenn, D.M.; Takeda, F. Evaluation of the effect of a conveyor production
strategy on lettuce and basil productivity and phosphorus removal from aquaculture wastewater.
In Proceedings of the Second International Conference on Recycling the Resource Ecological Engineering
for Wastewater Treatment, Waedenswil-Zurich, Switzerland, 18–22 September 1995; Staudenmann, J.,
Schönborn, A., Etnier, C., Eds.; Trans Tech Publications: Waedenswil-Zurich, Switzerland, 1996; pp. 131–136.
12. Roosta, H.R.; Hamidpour, M. Effects of foliar application of some macro- and micro-nutrients on tomato
plants in aquaponic and hydroponic systems. Sci. Hortic. (Amst.) 2011, 129, 396–402. [CrossRef]
13. Savidov, N.A.; Hutchings, E.; Rakocy, J.E. Fish and plant production in a recirculating aquaponic system:
A new approach to sustainable agriculture in Canada. Acta Hortic. 2007, 742, 209–222. [CrossRef]
14. Rakocy, J.E.; Bailey, D.S.; Shultz, K.A.; Cole, W.M. Evaluation of a commercial-scale aquaponic unit for
the production of tilapia and lettuce. In Proceedings of the 4th International Symposium on Tilapia in
Aquaculture, Orlando, FL, USA, 9–12 November 1997; pp. 357–372.
15. Mirzoyan, N.; Tal, Y.; Gross, A. Anaerobic digestion of sludge from intensive recirculating aquaculture
systems: Review. Aquaculture 2010, 306, 1–6. [CrossRef]
16. Mirzoyan, N.; McDonald, R.C.; Gross, A. anaerobic treatment of brackishwater aquaculture sludge:
An alternative to waste stabilization ponds. J. World Aquac. Soc. 2012, 43, 238–248. [CrossRef]
17. Mirzoyan, N.; Gross, A. Use of UASB reactors for brackish aquaculture sludge digestion under different
conditions. Water Res. 2013, 47, 2843–2850. [CrossRef] [PubMed]
18. Sterman, J. Business Dynamics: Systems Thinking and Modeling for a Complex World; McGraw Hill: New York,
NY, USA, 2000.
19. Sverdrup, H.U.; Ragnarsdottir, K.V. Challenging the planetary boundaries II: Assessing the sustainable
global population and phosphate supply, using a systems dynamics assessment model. Appl. Geochem. 2011,
26, S307–S310. [CrossRef]
20. Borshchev, A. The Big Book of Simulation Modeling; AnyLogic North America: Chicago, IL, USA, 2013.
21. Schrader, K.K.; Davidson, J.W.; Summerfelt, S.T. Evaluation of the impact of nitrate-nitrogen levels
in recirculating aquaculture systems on concentrations of the off-flavor compounds geosmin and
2-methylisoborneol in water and rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquac. Eng. 2013, 57, 126–130.
[CrossRef]
Water 2016, 8, 303 27 of 29
22. Davidson, J.; Good, C.; Welsh, C.; Summerfelt, S.T. Abnormal swimming behavior and increased deformities
in rainbow trout Oncorhynchus mykiss cultured in low exchange water recirculating aquaculture systems.
Aquac. Eng. 2011, 45, 109–117. [CrossRef]
23. Davidson, J.; Good, C.; Welsh, C.; Summerfelt, S.T. Comparing the effects of high vs. low nitrate on the
health, performance, and welfare of juvenile rainbow trout Oncorhynchus mykiss within water recirculating
aquaculture systems. Aquac. Eng. 2014, 59, 30–40. [CrossRef]
24. Bonachela, S.; González, A.M.; Fernández, M.D. Irrigation scheduling of plastic greenhouse vegetable crops
based on historical weather data. Irrig. Sci. 2006, 25, 53–62. [CrossRef]
25. FAO. FAO Irrigation and Drainage Paper: Crop Evapotranspiration; Allen, R.G., Pereira, L.S., Raes, D., Smith, M.,
Eds.; FAO: Rome, Italy, 1998.
26. Zolnier, S.; Lyra, G.B.; Gates, R.S. Evapotranspiration estimates for greenhouse lettuce using an intermittent
nutrient film technique. Am. Soc. Agric. Biol. Eng. 2004, 47, 271–282. [CrossRef]
27. Boulard, T. Evapotranspiration in greenhouses. Encycl. Water Sci. 2003. [CrossRef]
28. Jolliet, O.; Bailey, B. The effect of climate on tomato transpiration in greenhouses: Measurements and models
comparison. Agric. For. Meteorol. 1992, 58, 43–62. [CrossRef]
29. Fernández, M.D.; Bonachela, S.; Orgaz, F.; Thompson, R.; López, J.C.; Granados, M.R.; Gallardo, M.; Fereres, E.
Measurement and estimation of plastic greenhouse reference evapotranspiration in a Mediterranean climate.
Irrig. Sci. 2010, 28, 497–509. [CrossRef]
30. Möller, M.; Assouline, S. Effects of a shading screen on microclimate and crop water requirements. Irrig. Sci.
2006, 25, 171–181. [CrossRef]
31. Deutscher Wetterdienst WESTE-XL. Available online: https://kunden.dwd.de/weste (accessed on
13 September 2015).
32. Timmons, M.B.; Ebeling, J.M. Recirculating Aquaculture, 3rd ed.; Ithaca Publishing Company LLC: Ithaca, NY,
USA, 2013.
33. Rakocy, J.E.; Masser, M.P.; Losordo, T.M. Recirculating Aquaculture Tank Production Systems:
Aquaponics—Integrating Fish and Plant Culture; Southern Regional Aquaculture Centre: Stoneville, MS,
USA, 2006; pp. 1–16.
34. Gullian-Klanian, M.; Arámburu-Adame, C. Rendimiento de juveniles de tilapia del Nilo Oreochromis
niloticus en un sistema híperintensivo de recirculación acuícola con mínimo recambio de agua. Lat. Am. J.
Aquat. Res. 2013, 41, 150–162.
35. El-Shafai, S.A.; El-Gohary, F.A.; Nasr, F.A.; van der Steen, N.P.; Gijzen, H.J. Chronic ammonia toxicity to
duckweed-fed tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture 2004, 232, 117–127. [CrossRef]
36. Al-Hafedh, Y.S.; Alam, A.; Alam, M.A. Performance of plastic biofilter media with different configuration
in a water recirculation system for the culture of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquac. Eng. 2003, 29,
139–154. [CrossRef]
37. Dalsgaard, J.; Lund, I.; Thorarinsdottir, R.; Drengstig, A.; Arvonen, K.; Pedersen, P.B. Farming different
species in RAS in Nordic countries: Current status and future perspectives. Aquac. Eng. 2013, 53, 2–13.
[CrossRef]
38. DeLong, D.P.; Losordo, T.M.; Rakocy, J.E. Tank Culture of Tilapia; Southern Regional Aquaculture Centre:
Stoneville, MS, USA, 2009; No. 282.
39. Eding, E.H.; Verdegem, M.; Martins, C.; Schlaman, G.; Heinsbroek, L.; Laarhoven, B.; Ende, S.; Verreth, J.;
Aartsen, F.; Bierbooms, V. Tilapia farming using Recirculating Aquaculture Systems (RAS)—Case study in
the Netherlands. In Handbook for Sustainable Aquaculture; Eurofish International Organisation: Copenhagen,
Denmark, 2009.
40. Veras, G.C.; Murgas, L.D.S.; Rosa, P.V.; Zangeronimo, M.G.; da Ferreira, M.S.S.; Leon, J.A.S.-D. Effect
of photoperiod on locomotor activity, growth, feed efficiency and gonadal development of Nile tilapia.
Rev. Bras. Zootec. 2013, 42, 844–849. [CrossRef]
41. Resh, H.M. Hydroponic Food Production: A Definitive Guidebook for the Advanced Home Gardener and the
Commercial Hydroponic Grower; CRC Press: Boca Raton, FL, USA, 2012.
42. Appels, L.; Baeyens, J.; Degrève, J.; Dewil, R. Principles and potential of the anaerobic digestion of
waste-activated sludge. Prog. Energy Combust. Sci. 2008, 34, 755–781. [CrossRef]
Water 2016, 8, 303 28 of 29
43. Zhao, L.; Guo, J.; Lian, J.; Guo, Y.; Yue, L.; Gou, C.; Zhang, C.; Liu, X. Study of the dynamics and material
transformation characteristics of nitrite denitrification in UASB. Biotechnol. Biotechnol. Equip. 2015, 29,
907–914. [CrossRef]
44. Cuervolopez, F.; Martinez, F.; Gutierrezrojas, M.; Noyola, R.; Gomez, J. Effect of nitrogen loading rate and
carbon source on denitrification and sludge settleability in upflow anaerobic sludge blanket (UASB) reactors.
Water Sci. Technol. 1999, 40, 123–130. [CrossRef]
45. Lettinga, G.; Pol, L.W.H. UASB-process design for various types of wastewaters. Water Sci. Technol. 1991, 24,
87–107.
46. Ross, L.G. Environmental physiology and energetics. In Tilapias: Biology and Exploitation; McAndrew, B.J.,
Ed.; Springer Netherlands: Dordrecht, The Netherlands, 2000; pp. 89–128.
47. Alfredo, M.H.; Hector, S.L. Blood gasometric trends in hybrid red tilapia Oreochromis niloticus (Linnaeus)
ˆ O. mossambicus (Peters) while adapting to increasing salinity. J. Aquac. Trop. 2002, 17, 101–112.
48. El-Sayed, A.-F.M. Tilapia Culture; CABI Publishing: Oxfordshire, UK, 2006.
49. FAO. Cultured Aquatic Species Information Programme. Oncorhynchus Mykiss. Available online: http:
//www.fao.org/fishery/culturedspecies/Oncorhynchus_mykiss/en (accessed on 21 August 2015).
50. Finstad, B.; Staurnes, M.; Reite, O.B. Effect of low temperature on sea-water tolerance in rainbow trout,
Salmo gairdneri. Aquaculture 1988, 72, 319–328. [CrossRef]
51. Coghlan, S.M.; Ringler, N.H. Temperature-dependent effects of rainbow trout on growth of atlantic salmon
parr. J. Great Lakes Res. 2005, 31, 386–396. [CrossRef]
52. Azevedo, P.A.; Podemski, C.L.; Hesslein, R.H.; Kasian, S.E.M.; Findlay, D.L.; Bureau, D.P. Estimation of
waste outputs by a rainbow trout cage farm using a nutritional approach and monitoring of lake water
quality. Aquaculture 2011, 311, 175–186. [CrossRef]
53. Westin, D.T. Nitrate and nitrite toxicity to salmonid fishes. Progress Fish-Cult. 1974, 36, 86–89. [CrossRef]
54. Barton, B.A. Principles of Salmonid Culture; Developments in Aquaculture and Fisheries Science; Elsevier:
Amsterdam, The Netherlands, 1996; Volume 29.
55. Wedemeyer, G. Physiology of Fish in Intensive Culture Systems; Springer: Berlin, Germany, 1996.
56. FAO. Cultured Aquatic Species Information Programme. Clarias Gariepinus. Available online: http:
//www.fao.org/fishery/culturedspecies/Clarias_gariepinus/en (accessed on 21 August 2015).
57. Wellborn, T.L. Channel Catfish: Life History and Biology; Southern Regional Aquaculture Centre: Stoneville,
MS, USA, 1988.
58. Tucker, C.S.; Hargreaves, J.A. Biology and Culture of Channel Catfish; Elsevier Science Ltd.: Amsterdam,
The Netherlands, 2004.
59. Horváth, L.; Tamás, G.; Seagrave, C. Carp and Pond Fish Culture, 2nd ed.; Blackwell Science Ltd.: Oxford,
UK, 2002.
60. FAO. Cultured Aquatic Species Information Programme. Sander Lucioperca. Available online: http:
//www.fao.org/fishery/culturedspecies/Sander_lucioperca/en (accessed on 21 August 2015).
61. Keen, G.A.; Prosser, J.I. Interrelationship between pH and surface growth of Nitrobacter. Soil Biol. Biochem.
1987, 19, 665–672. [CrossRef]
62. Tyson, R.V.; Simonne, E.H.; Davis, M.; Lamb, E.M.; White, J.M.; Treadwell, D.D. Effect of nutrient solution,
nitrate-nitrogen concentration, and pH on nitrification rate in Perlite medium. J. Plant Nutr. 2007, 30, 901–913.
[CrossRef]
63. Parker, R. Aquaculture Science, 2nd ed.; Delmar Publications: Clifton Park, NY, USA, 2002.
64. Huang, Z.; Gedalanga, P.B.; Asvapathanagul, P.; Olson, B.H. Influence of physicochemical and operational
parameters on Nitrobacter and Nitrospira communities in an aerobic activated sludge bioreactor. Water Res.
2010, 44, 4351–4358. [CrossRef] [PubMed]
65. Blackburne, R.; Vadivelu, V.M.; Yuan, Z.; Keller, J. Kinetic characterisation of an enriched Nitrospira culture
with comparison to Nitrobacter. Water Res. 2007, 41, 3033–3042. [CrossRef] [PubMed]
66. Sonneveld, C.; Voogt, W. Plant Nutrition of Greenhouse Crops; Springer Netherlands: Dordrecht,
The Netherlands, 2009.
67. Resh, H.M. Hydroponic Tomatoes; Taylor and Francis: Abingdon, UK, 2002.
68. Kafkafi, U.; Tarchitzky, J. Fertigation: A Tool for Efficient Water and Nutrient Management; IFA and IPI: Paris,
France, 2011.
Water 2016, 8, 303 29 of 29
69. Chen, Y.; He, J.; Mu, Y.; Huo, Y.-C.; Zhang, Z.; Kotsopoulos, T.A.; Zeng, R.J. Mathematical modeling of upflow
anaerobic sludge blanket (UASB) reactors: Simultaneous accounting for hydrodynamics and bio-dynamics.
Chem. Eng. Sci. 2015, 137, 677–684. [CrossRef]
70. Lu, X.; Zhen, G.; Estrada, A.L.; Chen, M.; Ni, J.; Hojo, T.; Kubota, K.; Li, Y.-Y. Operation performance and
granule characterization of upflow anaerobic sludge blanket (UASB) reactor treating wastewater with starch
as the sole carbon source. Bioresour. Technol. 2015, 180, 264–273. [CrossRef] [PubMed]
71. Alvarez, R.; Lidén, G. The effect of temperature variation on biomethanation at high altitude.
Bioresour. Technol. 2008, 99, 7278–7284. [CrossRef] [PubMed]
72. Rakocy, J.E.; Shultz, R.C.; Bailey, D.S.; Thoman, E.S. Aquaponic Production of Tilapia and Basil: Comparing a
Batch and Staggered Cropping System; Nichols, M.A., Ed.; University of the Virgin Islands: St. Croix, VI, USA,
2004; Volume 648, pp. 63–69.
73. Davidson, J.; Summerfelt, S.T. Solids removal from a coldwater recirculating system—Comparison of a swirl
separator and a radial-flow settler. Aquac. Eng. 2005, 33, 47–61. [CrossRef]
74. Rafiee, G.; Saad, C.R. Nutrient cycle and sludge production during different stages of red tilapia
(Oreochromis sp.) growth in a recirculating aquaculture system. Aquaculture 2005, 244, 109–118. [CrossRef]
75. Suhr, K.I.; Letelier-Gordo, C.O.; Lund, I. Anaerobic digestion of solid waste in RAS: Effect of reactor type on
the biochemical acidogenic potential (BAP) and assessment of the biochemical methane potential (BMP) by
a batch assay. Aquac. Eng. 2015, 65, 65–71. [CrossRef]
76. Lambers, H.; Chapin, F.S.; Pons, T.L. Plant Physiological Ecology, 2nd ed.; Springer: Berlin, Germany, 2008.
77. Steingrobe, B.; Schenk, M.K. A model relating the maximum nitrate inflow of lettuce (Lactuca satvia L.) to the
growth of roots and shoots. Plant Soil 1994, 162, 249–257. [CrossRef]
78. Letey, J.; Jarrell, W.M.; Valoras, N. Nitrogen and water uptake patterns and growth of plants at various
minimum solution nitrate concentrations. J. Plant Nutr. 1982, 5, 73–89. [CrossRef]
79. Mathieu, J.; Linker, R.; Levine, L.; Albright, L.; Both, A.J.; Spanswick, R.; Wheeler, R.; Wheeler, E.;
de Villiers, D.; Langhans, R. Evaluation of the nicolet model for simulation of short-term hydroponic lettuce
growth and nitrate uptake. Biosyst. Eng. 2006, 95, 323–337. [CrossRef]
80. Klas, S.; Mozes, N.; Lahav, O. Development of a single-sludge denitrification method for nitrate removal
from RAS effluents: Lab-scale results vs. model prediction. Aquaculture 2006, 259, 342–353. [CrossRef]
81. González-González, A.; Cuadros, F. Effect of aerobic pretreatment on anaerobic digestion of olive mill
wastewater (OMWW): An ecoefficient treatment. Food Bioprod. Process. 2015, 95, 339–345. [CrossRef]
82. Van Rijn, J. Waste treatment in recirculating aquaculture systems. Aquac. Eng. 2013, 53, 49–56. [CrossRef]
83. Dawson, C.J.; Hilton, J. Fertiliser availability in a resource-limited world: Production and recycling of
nitrogen and phosphorus. Food Policy 2011, 36, S14–S22. [CrossRef]
84. Rogers, P. Facing the freshwater crisis. Sci. Am. 2008, 299, 46–53. [CrossRef] [PubMed]
85. Ragnarsdottir, K.V.; Sverdrup, H.U.; Koca, D. Challenging the planetary boundaries I: Basic principles of an
integrated model for phosphorous supply dynamics and global population size. Appl. Geochem. 2011, 26,
S303–S306. [CrossRef]
86. Zekki, H.; Gauthier, L.; Gosselin, A. Growth, productivity, and mineral composition of hydroponically
cultivated greenhouse tomatoes, with or without nutrient solution recycling. J. Am. Soc. Hortic. Sci. 1996,
121, 1082–1088.
87. Van Bussel, C.G.J.; Schroeder, J.P.; Wuertz, S.; Schulz, C. The chronic effect of nitrate on production
performance and health status of juvenile turbot (Psetta maxima). Aquaculture 2012, 326–329, 163–167.
[CrossRef]
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